Nghiên cứu quy trình thu nhận tế bào gốc trung mô từ mô mỡ người hướng đến ứng dụng trong lĩnh vực y học

Y Học TP. Hồ Chí Minh * Tập 17 * Phụ bản của Số 1 * 2013 Nghiên cứu Y học
Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện Chợ Rẫy Năm 2012 459
NGHIÊN CỨU QUY TRÌNH THU NHẬN TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ 
TỪ MÔ MỠ NGƯỜI HƯỚNG ĐẾN ỨNG DỤNG TRONG LĨNH VỰC Y HỌC 
Huỳnh Duy Thảo*, Trần Lê Bảo Hà**, Lê Thanh Hùng***, Võ Quốc Vũ*, Hoàng Kc Hương*, 
Thái Trúc Quỳnh*, Trần Công Toại* 
TÓM TẮT 
Đặt vấn đề: Tế bào gốc ngày nay được nghiên cứu và ứng dụng rất nhiều đặc biệt trong y học tái tạo và công 
nghệ mô. Do đó, để thu nhận, phân lập và ứng dụng hiệu quả cần có những quy trình hiệu quả cho tế bào gốc. 
Mục tiêu nghiên cứu: Xây dựng quy trình thu nhận, phân lập và xác định nguồn tế bào gốc trung mô từ 
mô mỡ người để hướng đến các ứng dụng trong y học và công nghệ mô. 
Phương pháp nghiên cứu: Thí nghiệm thực nghiệm mô tả. Mô mỡ người được thu nhận trong điều kiện vô 
trùng phòng mổ và phân lập tế bào gốc bằng hỗn hợp enzyme Collagenase-Dispase. Sau đó, tế bào được nuôi 
trong môi trường cơ bản để bám dính và phát triển. Các tế bào này sẽ được định danh để xác định là tế bào gốc 
trung mô bằng cách dựa vào khả năng bám dính trên chai nuôi, khả năng biệt hóa và sự biểu hiện của các marker 
cho dòng tế bào gốc trung mô. 
Kết quả: Quần thể tế bào sau lần cấy chuyền thứ hai được đem đi định danh tế bào gốc trung mô. Đó là các 
tế bào bám dính vào chai nuôi, có hình thái giống với nguyên bào sợi. Các tế bào này biệt hóa được thành nguyên 
bào xương và tế bào mỡ trong điều kiện in vitro. Các tế bào này dương tính rất cao với các marker CD44, CD73, 
CD90 và CD105 và biểu hiện rất thấp các marker CD45 và HLA-DR. 
Kết luận: Quần thể tế bào nuôi cấy từ mô mỡ là các tế bào gốc trung mô. Từ đó, có thể ứng dụng các tế bào 
gốc này trong các nghiên cứu ứng dụng trong y học và công nghệ mô. 
Từ khóa: Tế bào gốc trung mô, mô mỡ người, sự biệt hóa, marker tế bào gốc trung mô. 
ABSTRACT 
RESEARCH PROCESS TO COLLECT MESENCHYMAL STEM CELLS FROM HUMAN ADIPOSE 
TISSUE TOWARDS APPLICATIONS IN THE MEDICAL FIELD 
Huynh Duy Thao, Tran Le Bao Ha, Le Thanh Hung, Vo Quoc Vu, Hoang Kc Huong, Thai Truc Quynh, 
Tran Cong Toai * Y Hoc TP. Ho Chi Minh * Vol. 17 - Supplement of No 1 - 2013: 459 - 466 
Background: Stem cells research and use a lot especially in regenerative medicine and tissue engineering 
today. Therefore, to capture, isolate and performance applications need to have efficient protocol suitable for stem 
cell. 
Objectives: Set up the acquisition process, the isolation and identification of mesenchymal stem cells from 
human adipose tissue toward applications in medicine and tissue engineering 
Methods: The experiment was arranged as described experiments. Human adipose tissue were collected 
in a sterile operating room conditions and isolation of stem cells with a mixture of enzyme collagenase-
Dispase. Then, the cells were cultured in a basic medium for cell adhesion and growth. These cells will be 
* Bộ môn Mô – Phôi – Di truyền, ĐH Y Khoa Phạm Ngọc Thạch 
** Phòng Nghiên cứu và Ứng dụng Tế bào gốc, ĐH Khoa học Tự nhiên TP.HCM 
*** Khoa Răng – Hàm – Mặt, ĐH Y Dược TP.HCM 
Tác giả liên lạc: BS Lê Thanh Hùng, ĐT: 0918.686.151, Email: ranghammat@gmail.com 
Nghiên cứu Y học Y Học TP. Hồ Chí Minh * Tập 17 * Phụ bản của Số 1 * 2013
Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện Chợ Rẫy Năm 2012 460
identified to determine whether mesenchymal stem cells by relying on the ability to stick on the surface of culture 
flask, based on their ability to differentiate into other cell lines and the expression of specific markers signal for 
mesenchymal stem cell lines. 
Results: Cell populations in the second subculture are identified mesenchymal stem cells. It is the cell 
adhesion to the surface of culture bottles, with morphology similar to fibroblasts. These cells differentiate into 
osteoblasts and adipocytes in vitro conditions. These cells highly positive for the markers CD44, CD73, CD90 
and CD105 and low expression of markers CD45 and HLA-DR. 
Conclusion: Populations of cultured cells from the adipose tissue are mesenchymal stem cells. Since then, 
the possible application of stem cells in research applications in medicine and tissue engineering. 
Keywords: Mesenchymal stem cells, human adipose tissue, differentiation, mesenchymal stem cell markers 
ĐẶT VẤN ĐỀ 
Nghiên cứu ứng dụng tế bào gốc hiện nay 
đang rất phát triển và đi vào nhiều lĩnh vực 
nghiên cứu, từ các nghiên cứu khoa học cơ bản 
cho đến các ứng dụng lâm sàng trong y học. 
Nhiều loại tế bào gốc trong cơ thể đã được 
nghiên cứu và triển khai ứng dụng. Hiện tại có 
bốn nhóm tế bào gốc được quan tâm nghiên cứu: 
tế bào gốc phôi, tế bào gốc trung mô, tế bào gốc 
tạo máu và tế bào gốc thần kinh. Mỗi nhóm tế 
bào gốc có những ưu và nhược điểm riêng. Tế 
bào gốc phôi được thu nhận từ khối tế bào bên 
trong của phôi nang, có khả năng biệt hóa thành 
mọi loại tế bào của cơ thể nhưng vấp phải các 
rào cản về mặt đạo đức và luật pháp khi nghiên 
cứu làm cho chúng trở thành đối tượng ít được 
nghiên cứu mặc dù là loại tế bào gốc tiềm năng 
nhất. Tế bào gốc tạo máu đã được nghiên cứu và 
ứng dụng từ rất sớm nhưng chỉ có khả năng biệt 
hóa thành các dòng tế bào máu cũng như tế bào 
cơ trơn và nội mô, làm cho nguồn tế bào gốc này 
hạn chế khi tiến hành nghiên cứu. Tế bào gốc 
thần kinh cũng tương tự tế bào gốc tạo máu vì 
chỉ có khả năng biệt hóa thành các tế bào thần 
kinh. Do đó, chỉ còn có tế bào gốc trung mô 
(Mesenchymal Stem Cells – MSC) thu nhận từ 
mô trưởng thành như tủy xương, mô liên kết, 
tuyến tiêu hóa  hoặc các phần phụ của thai 
như máu cuống rốn, cuống rốn(11)  
MSC là các tế bào gốc đa tiềm năng, có khả 
năng tự đổi mới với khả năng biệt hóa thành 
các tế bào thuộc dòng trung mô bao gồm 
nguyên bào xương, tế bào mỡ và tế bào sụn 
trong điều kiện in vitro và phát triển thành mô 
xương, mỡ và sụn trong in vivo(5,11). Do có tiềm 
năng biệt hóa kết hợp với việc dễ dàng phân 
lập và nuôi cấy làm cho các MSC trở thành 
nguồn tế bào gốc ứng dụng rất quan trọng 
trong công nghệ mô và y học tái tạo. Mặc dù 
các MSC có rất nhiều tiềm năng ứng dụng 
nhưng chúng là quần thể tế bào rất hiếm, 
chiếm khoảng 0.001%-0.01% của toàn bộ tế bào 
đơn nhân tủy xương(5,11). Do đó, MSC cần phải 
có một quy trình thu nhận phù hợp để phát 
triển in vitro trước khi có những ứng dụng(4). 
Trong số các nguồn mô dùng để thu nhận 
MSC, nổi bật nhất là mô mỡ vì đây là loại mô 
có các đặc điểm thuận lợi khi tiến hành thu 
nhận, nghiên cứu và ứng dụng: thứ nhất, việc 
thu nhận mô mỡ là đơn giản, ít xâm lấn nên ít 
gây đau đớn cho bệnh nhân so với việc thu 
nhận tủy xương. Thứ hai, mô mỡ có chứa các 
tế bào cơ trơn thành mạch, tế bào nội mô, 
nguyên bào sợi  và đặc biệt là các MSC(3). 
Các MSC này dễ dàng phân lập, nuôi cấy và 
tăng sinh in vitro và có thể cảm ứng biệt hóa 
thành các tế bào của các dòng tế bào khác(1,10). 
Thứ bà, mô mỡ chứa các MSC với tỉ lệ khá cáo, 
mỗi gam mô mỡ chứa 105 MSC(6). Thứ tư, khả 
năng đặc biệt lưu ý của các MSC thu từ mô mỡ 
là tiềm năng biệt hóa của các tế bào này ít chịu 
ảnh hưởng của người hiến mô(7). 
Do đó, để có thể thu nhận và ứng dụng các 
MSC từ mô mỡ một cách hiệu quả nên chúng tôi 
tiến hành thực hiện nghiên cứu quy trình phân 
lập, nuôi cấy và xác định các MSC từ mô mỡ 
Y Học TP. Hồ Chí Minh * Tập 17 * Phụ bản của Số 1 * 2013 Nghiên cứu Y học
Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện Chợ Rẫy Năm 2012 461
người. Từ đó, có thể sử dụng các MSC cho các 
nghiên cứu tiếp theo và triển khai ứng dụng 
trong các liệu pháp tế bào, y học tái tạo và công 
nghệ mô. 
ĐỐI TƯỢNG - PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 
Sỏi được tán với Holmium: YAG LASER 
200micron: SPHINX 30, tán nát sỏi hoàn toàn. 
Sau đó bơm rửa sỏi với quan sát máy soi và C-
Arm. Cuối cùng đánh giá tỉ lệ sạch sỏi dưới C-
Arm và siêu âm. Rút kim và đặt thông mono- J 
vào bể thận. 
Đối tượng nghiên cứu 
Mô mỡ người được thu nhận từ việc chọc 
hút mỡ hoặc các mô mỡ thừa được thu nhận từ 
các quy trình phẫu thuật. Mẫu mô được thu 
nhận từ các người hiến khỏe mạnh, đồng ý hiến 
mô để tiến hành nghiên cứu và có các xét 
nghiệm âm tính với HIV, HBV, HCV và VDRL. 
Phương pháp nghiên cứu 
Thí nghiệm được thực hiện là phương pháp 
thực nghiệm mô tả 
Thu nhận mô mỡ 
Mẫu mô được thu nhận trong điều kiện vô 
trùng của phòng mổ. Sau đó giữ mẫu trong môi 
trường vận chuyển gồm: Môi trường 
DMEM/F12, FBS (10%), Gentamycine (50μg/ml) 
và nhanh chóng chuyển về phòng thí nghiệm. 
Phân lập và nuôi cấy tế bào gốc từ mô mỡ 
Mô mỡ được đặt trong đĩa petri sạch và rửa 
với dung dịch PBS có chứa penicillin 
/Streptomycin. Bổ sung môi trường nuôi cơ bản 
(môi trường DMEM/F12, FBS (10%), 
Gentamycine (50μg/ml), HEPES (15 mm), 
NaHCO3 (14nM), Biotin (33μm), D-Panto (17 
μm), penicillin (100U/ml) and streptomycin (0.1 
mg/ml)) vào đĩa, loại bỏ phần mô liên kết thừa 
và rửa sạch máu. 
Cắt nhỏ mẫu mô và chuyển tất cả vào tube 
50 ml có nắp đậy, bổ sung hỗn hợp enzyme 
Dispase-Collagenase (với tỉ lệ 3:1, v/v), mẫu mô 
được ủ ở nhiệt độ 370C, trong thời gian 90 phút. 
Sau đó, ly tâm thu nhận phần cặn lắng ở đáy 
chai. Bổ sung môi trường nuôi cơ bản vào tube 
và huyền phù phần cặn lắng ở đáy chai. Lọc 
phần dịch tế bào qua phễu lọc tế bào (cell strainer, 
BD FalconTM) với đường kính 70 μM. 
Quay li tâm phần dịch tế bào và thu phần 
cặn lắng ở đáy chai. Sau đó, bổ sung dung dịch 
ly giải hồng cầu để loại bỏ hồng còn lẫn tạp 
trong dịch tế bào, để yên trong khoảng 10 phút 
để loại bỏ hồng cầu. Sau đó, quay li tâm phần 
dịch tế bào và thu phần cặn lắng ở đáy chai. Bổ 
sung môi trường nuôi cơ bản và huyền phù 
phần cặn lắng, đánh giá mật độ tế bào bằng cách 
nhuộm với dung dịch Trypan blue và đếm tế 
bào bằng buồng đếm Neubauer. Tế bào được 
nuôi trong chai nuôi T-25 cm2 và ở nhiệt độ 370C 
và 5% CO2. 
Định danh tế bào gốc trung mô 
Theo tổ chức The International Society for 
Cellular Therapy đưa ra các nguyên tắc chung 
để xác định một loại tế bào gốc là MSC cần phải 
thỏa 3 điều kiện sau: thứ nhất, các MSC phải là 
các tế bào có khả năng bám dính khi tiến hành 
nuôi cấy trên bề mặt chai nuôi. Thứ hai, phải có 
khả năng biệt hóa thành nguyên bào xương, tế 
bào mỡ hoặc tế bào sụn trong điều kiện in vitro. 
Thứ ba, các tế bào này phải biểu hiện được các 
marker bề mặt như CD105, CD73 và CD90, 
không biểu hiện các marker như CD45, CD34, 
CD14 và HLA-DR(2). Dựa theo các tiêu chuẩn 
trên, chúng tôi đánh giá các tế bào bào nuôi cấy 
từ mô mỡ là các MSC. 
Để đánh giá khả năng bám dính và phát 
triển trên bề mặt chai nuôi. Quan sát tế bào dưới 
kính hiển vi đảo ngược và nhuộm tế bào bằng 
thuốc nhuộm Giemsa để quan sát hình thái và 
khả năng bám dính của tế bào. 
Để khảo sát tiềm năng biệt hóa của tế bào, 
tiến hành thu nhận tế bào kể từ sau lần cấy 
chuyền thứ hai. Các tế bào này sẽ được thử 
nghiệm để cảm ứng biệt hóa thành nguyên bào 
xương và tế bào mỡ. 
Quy trình biệt hóa thành nguyên bào xương 
Nghiên cứu Y học Y Học TP. Hồ Chí Minh * Tập 17 * Phụ bản của Số 1 * 2013
Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện Chợ Rẫy Năm 2012 462
từ các tế bào gốc mô mỡ như sau: tế bào sau lần 
cấy chuyền thứ hai được chuyển lên một chai 
nuôi mới và sau một ngày nuôi cấy được thay 
bằng môi trường cảm ứng tạo nguyên bào 
xương gồm DMEM/F12, 10% FBS, 10-7M 
Dexamethasone, 10mM/ml -Glycerol 
phosphate, 50ng/ml Ascorbic acid, 10ng/ml 
FGF9, 10-7M vitamin D2 và kháng sinh(8). 
Kết quả sau 14 ngày nuôi cấy sẽ được quan 
sát dưới kính hiển vi đảo ngược để đánh giá sự 
thay đổi về mặt hình thái. Tiến hành nhuộm 
Alizarin Red (AR), Von Kossa (VK) để đánh giá 
khả năng tạo chất nền xương và Alkaline 
phosphatase (AP) để đánh giá hoạt tính enzyme 
đặc trưng cho tế bào xương. Ngoài ra, thực hiện 
phản ứng RT-PCR để khảo sát sự biểu hiện gien 
Osteocalcin (là một trong những gien hiện tại 
được sử dụng để xác định cho tế bào xương). 
Quy trình biệt hóa thành tế bào mỡ từ các tế 
bào gốc mô mỡ như sau: tế bào sau lần cấy 
chuyền thứ hai được chuyển lên một chai nuôi 
mới và sau một ngày nuôi cấy được thay bằng 
môi trường cảm ứng tạo tế bào mỡ gồm 
DMEM/F12, FBS (10%), Gentamycine 
(50μg/ml), HEPES (15 mm), NaHCO3 (14nM), 
Biotin (33μm), D-Panto (17 μm), Human insulin 
(66 nM), Triiodo-L-thyronine (1nM), Human 
transferrin (10μg/ml)(9). 
 Kết quả sau 14 ngày nuôi cấy sẽ được quan 
sát dưới kính hiển vi đảo ngược để đánh giá sự 
thay đổi về mặt hình thái. Tiến hành nhuộm Oil 
Red O để đánh giá sự tích tựu các giọt lipid bên 
trong tế bào và nhuộm hóa mô miễn dịch huỳnh 
quang Nile Red (là một trong các phương pháp 
nhuộm đặc hiệu hiện tại được sử dụng để xác 
định cho tế bào mỡ). 
KẾT QUẢ 
Phân lập và nuôi cấy tế bào gốc từ mô mỡ 
Hình 1: Phân lập và nuôi cấy tế bào gốc từ mô mỡ. (A) Tế bào bắt đầu tăng trưởng sau 2 ngày nuôi 
cấy. (B) Tế bào tăng trưởng sau 7 ngày nuôi cấy. (C) Tế bào được nhuộm với thuốc nhuộm giemsa sau 
10 ngày nuôi cấy. 
Các tế bào sau khi phân lập từ mô mỡ bắt 
đầu xuất hiện và bám dính sau hai ngày nuôi cấy 
trong môi trường nuôi cơ bản. Các tế bào ở 
dạng riêng lẻ, có hình dạng thon, dài giống 
với hình thái của nguyên bào sợi. Những tế 
bào này bám dính trên đáy chai nuôi. Sau 
một tuần nuôi cấy, các tế bào này tăng 
trưởng và phát triển mạnh, tạo thành các 
cụm (CFU) trên chai nuôi. Sau 14 ngày nuôi 
cấy, các tế bào này đạt đến mật độ phù hợp 
để cấy chuyền (chiếm khoảng 75-80% diện 
tích bề mặt chai nuôi). 
Định danh tế bào gốc mô mỡ 
Dựa vào khả năng biệt hóa của tế bào gốc từ 
mô mỡ 
Biệt hóa tế bào gốc mô mỡ thành nguyên 
bào xương 
Y Học TP. Hồ Chí Minh * Tập 17 * Phụ bản của Số 1 * 2013 Nghiên cứu Y học
Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện Chợ Rẫy Năm 2012 463
Sau 14 ngày cảm ứng biệt hóa tế bào 
bằng môi trường tạo xương, tế bào bắt đầu 
thay hình thái từ hình dạng thon dài giống 
với các nguyên bào sợi, các tế bào bắt đầu 
xuất hiện dạng hình thái đa diện và chế tiết 
chất nền xương. Trong chai nuôi xuất hiện 
các nốt xương là dạng kết tựu chất nền 
xương đặc trưng trong in vitro. Sau 14 ngày 
nuôi cấy, các tế bào này biểu hiện được 
protein của chất nền xương là Osteocalcin 
cũng như biểu hiện được enzyme đặc trưng 
là AP. 
Biệt hóa tế bào gốc mô mỡ thành tế bào mỡ 
Sau 14 ngày cảm ứng biệt hóa tế bào 
bằng môi trường tạo tế bào mỡ, tế bào bắt 
đầu thay hình thái từ hình dạng thon dài 
giống với các nguyên bào sợi, các tế bào bắt 
đầu xuất hiện dạng hình tròn, bên trong bào 
tương bắt đầu xuất hiện các hạt lipid nhỏ. 
Sau đó, bên trong bào tương tế bào các hạt 
lipid tiếp tục kết tựu vào nhau để tạo thành 
các hạt lipid lớn hơn và chiếm gần hết bào 
tương tế bào, nhân tế bào bị đẩy ra phía 
ngoại vi. Tiến hành nhuộm Oil Red O, các tế 
bào dương tính xuất hiện với bên trong chứa 
rất nhiều hạt lipid màu đỏ và nhuộm Nile 
Red cho thấy các hạt lipid hình thành bên 
trong bào tương của tế bào rất nhiều khi so 
sánh với tế bào đối chứng không cảm ứng 
biệt hóa tạo tế bào mỡ (hình 3). 
A B 
C D 
E 
Hình 2: Biệt hóa tế bào gốc từ 
mô mỡ thành nguyên bào 
xương. (A) mẫu tế bào chưa biệt 
hóa. (B) nhuộm VK. (C) nhuộm 
AP. (D). Nhuộm AR. Tất cả 
nhuộm đều dương tính với thuốc 
nhuộm (vật kính X10). (E) Thực 
hiện phản ứng RT-PCR với gien 
Osteocalcin (khung màu trắng) 
biểu hiện trong cả hai mẫu 
nghiên cứu (OST1; OST2) khi so 
sánh với mẫu chứng (MSC). 
Nghiên cứu Y học Y Học TP. Hồ Chí Minh * Tập 17 * Phụ bản của Số 1 * 2013
Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện Chợ Rẫy Năm 2012 464
Dựa vào khả năng biểu hiện các marker bề 
mặt 
Tế bào sau lần cấy chuyền thứ hai, sẽ 
được thu nhận bằng enzyme Trypsin-EDTA 
(0.25% - 0.02%). Sau đó, tế bào sẽ được thu 
nhận bằng cách quay ly tâm ở tốc độ 3000 
vòng/phút trong 5 phút. Tế bào sẽ được rửa 
2 lần với dung dịch PBS để tinh sạch và để 
tách tế bào thành các tế bào đơn nhằm phục 
vụ cho đánh giá tế bào kỹ thuật Flow 
Cytometry (đếm tế bào dòng chảy). Kết quả 
cho thấy, quần thể tế bào khảo sát biểu hiện 
một số marker gồm CD105, CD73, CD90, 
CD45, CD34, CD14 và HLA-DR. Trong đó, các tế 
bào này được thực hiện phản ứng lặp lại 3 lần 
với kết quả cho trong bảng 1. Sự biểu hiện của 
các marker được thực hiện trong hình 4. 
Bảng 1: Kết quả khảo sát sự biểu hiện của các marker 
từ quần thể tế bào gốc mô mỡ 
STT Loại CD Lần 1 Lần 2 Lần 3 Giá trị 
trung bình 
(%) 
Độ lệch 
chuẩn (%) 
1 CD73 97.70 97.33 97.44 97.49 0.19 
2 CD90 99.46 99.64 99.66 99.59 0.11 
3 CD105 99.36 99.31 99.24 99.30 0.06 
4 CD44 99.46 99.46 99.6 99.51 0.08 
5 HLA-DR 0.31 0.31 0.23 0.28 0.05 
6 CD45 0.26 0.25 0.22 0.24 0.02 
Hình 3: Biệt hóa tế bào gốc mô mỡ 
thành tế bào mỡ. (A). Tế bào đối 
chứng. (B). Sau 7 ngày nuôi trong môi 
trường biệt hóa, tế bào thay đổi hình 
dạng và bào tương bắt đầu tích trữ 
lipid. (C). Sau 14 ngày, càng nhiều tế 
bào chuyển dạng thành tế bào mỡ và 
giọt lipid kết tựu vào nhau nhiều hơn. 
(D). Tế bào nhuộm Oil Red, trong bào 
tương giọt lipid nhuộm màu đỏ của 
thuốc nhuộm. (E). Các giọt lipid xuất 
hiện đầy trong bào tương và có xu 
hướng kết tựu vào nhau. 
A 
E 
C B 
D 
Y Học TP. Hồ Chí Minh * Tập 17 * Phụ bản của Số 1 * 2013 Nghiên cứu Y học
Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện Chợ Rẫy Năm 2012 465
Hình 4: Kết quả nhuộm Nile Red để xác định tế bào mỡ sau khi biệt hóa. (A). Mẫu tế bào đối chứng. (B). 
Mẫu MSC sau khi cảm ứng biệt hóa thành tế bào mỡ, kết quả cho thấy bên trong bào tương tế bào xuất hiện rất 
nhiều các giọt lipid bắt màu đỏ cam, các giọt lipid này hiện diện trong hầu hết bào tương tế bào, nhân tế bào bị đẩy 
lệch về một phía do sự tích tựu giọt lipid. 
Hình 5: Kết quả phân tích marker cho quần thể tế bào 
gốc từ mô mỡ. Kết quả phân tích cho thấy, quần thể tế bào 
âm tính hoàn toàn với các marker CD45 và HLA-DR (biểu 
hiện dương tính không quá 2%). Tế bào dương tính hoàn 
toàn với các marker CD44, CD73, CD90 và CD105 (biểu 
hiện dương tính trên 95%). 
Nghiên cứu Y học Y Học TP. Hồ Chí Minh * Tập 17 * Phụ bản của Số 1 * 2013
Hội Nghị Khoa Học Kỹ Thuật Bệnh Viện Chợ Rẫy Năm 2012 466
KẾT LUẬN 
Với quần thể tế bào gốc thu nhận từ mô mỡ 
đã phân lập và nuôi cấy sau lần cấy chuyền thứ 
hai. Chúng tôi đã đánh giá các chỉ tiêu để xác 
định cho MSC, kết quả cho thấy các tế bào nuôi 
cấy đều là các tế bào bám dính trên chai nuôi, có 
hình dạng thon dài đặc trưng cho tế bào gốc 
trung mô. Thứ hai, quần thể tế bào này có khả 
năng biệt hóa được thành 2 dòng tế bào khác 
nhau thuộc nguồn gốc trung mô đó là nguyên 
bào xương và tế bào mỡ với phương pháp xác 
định đáng tin cậy chứng tỏ tế bào có khả năng 
biệt hóa được thành các dòng tế bào khác. Thứ 
ba, chúng tôi đã khảo sát sự biểu hiện của các 
marker dùng để xác định cho quần thể MSC từ 
mô mỡ, kết quả cho thấy tế bào dương tính khá 
cao (trên 95%) với các marker được CD73, CD90 
và CD105. Đây là ba marker phổ biến được chấp 
thuận để xác định cho các MSC. Các tế bào này 
biểu hiện rất thấp dưới 2% các marker CD45 và 
HLA-DR. Như vậy, với kết quả khảo sát khả 
năng bám dính, tiềm năng biệt hóa và sự biểu 
hiện các marker bề mặt cho thấy quần thể tế bào 
nuôi cấy chính là các MSC. Đây là nguồn tế bào 
gốc rất quan trọng và tiềm năng cho các ứng 
dụng lâm sàng. Tuy nhiên, để có thể ứng dụng 
các tế bào này một cách an toàn và hiệu quả, cần 
thực hiện thêm các thí nghiệm khác để khảo sát 
sự an toàn về mặt di truyền khi thực hiện các 
nghiên cứu nuôi cấy in vitro cũng như tiềm năng 
biệt hóa của tế bào theo thời gian nuôi cấy và số 
lần nhân đôi thế hệ, để từ đó có thể sử dụng các 
tế bào này trong các điều trị góp phần nâng cao 
chất lượng điều trị cho người bệnh. 
TÀI LIỆU THAM KHẢO 
1. Coleman SR (2006). Structural fat grafting: more than a 
permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118:108S-120S. 
2. Dominici M et al (2006). Minimal criteria for defining 
multipotent mesenchymal stromal cells. The international 
Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 
8:315-317. 
3. Katz AJ, Mesenchymal cell culture: Adipose tissue. In: Atala 
A, Lanza R (2002) Method of Tissue Engineering. Academic 
Press San Diego. 
4. Locke M, Windsor J, Dunbar PR (2009), Human adipose-
derived stem cell: isolation, characterization and application 
in surgrey, ANZ Surgrey Journal, 79:235-244. 
5. Pittenger MF, Mackay AM, Beck SC et al (1999). Multilineage 
potential of adult human mesenchymal stem cell. Science; 
284:143-147. 
6. Sen A et al (2001). Adipogenic potential of human adipose 
derived stromal cells from multiple donors is heterogenous. J 
Cell biochem. 81:312-319. 
7. Strem BM et al (2005). Multipotential differentiation of 
adipose tissue-derived stem cells. The Keio journal of medicine, 
54:132-141. 
8. Tran CT, Gargiulo C, Huynh DT, Huynh MT, Filgueira L and 
Strong DM (2011). Culture and differentiation of osteoblasts 
on coral scafford from human bone marrow mesenchymal 
stem cells. Cell and Tissue Banking. 12:247-261. 
9. Tran CT, Huynh DT, Nguyen PT, C Gargiulo C and Phan KN, 
et al (2010). In vitro culture and differentiation of osteoblasts 
from human umbilical cord blood. Cell and Tissue Banking. 
11:269-280. 
10. Wolter TP, Von Heimburg D, Stoffels I et al (2005). 
Cryopreservation of mature human adipocytes: In vitro 
measurement of viability. Ann Plast Surg. 55:408-413. 
11. Zuk P.A, Zhu M, Ashjian P. et al (2002), Human adipose tissue 
is a source of multipotent stem cells, Molecular Biological Cell, 
13:4279-4295.